Diagnóstico de febre amarela em tecidos fixados em formalina e emblocados em parafina de primatas não humanos: a importância do exame histopatológico
PDF (Português (Brasil))

Palabras clave

Arboviroses
Diagnóstico
Flavivirus
Histologia
Zoonoses

Cómo citar

1.
C. C. de A. Fernandes N, M. Guerra J, A. Ressio R, Cinthya Cirqueira Borges, D’Andretta Iglezias S, T. Kanamura C, Díaz Delgado J, Sousa Gonçalves P, Onishi Nagamori F, Sansone M, Paixão de Jesus Rizkallah I, Ingara de Moraes Costa M, Guimarães de Jesus S, Mello S, de Carvalho J, Araujo R, Almeida Montalvão M, Oliveira Lima Rodrigues R, Tadeu Araújo LJ, Pereira de Oliveira SM, Catão Dias JL. Diagnóstico de febre amarela em tecidos fixados em formalina e emblocados em parafina de primatas não humanos: a importância do exame histopatológico. Bepa [Internet]. 30 de noviembre de 2018 [citado 21 de noviembre de 2024];15(179). Disponible en: https://periodicos.saude.sp.gov.br/BEPA182/article/view/37875

Resumen

Os casos de óbitos ou convalescência de primatas não-humanos (PNH) por febre
amarela (epizootias) apontam a circulação do vírus em uma determinada região e podem
anteceder a ocorrência dessa doença em humanos. Portanto, o diagnóstico adequado desta
enfermidade nos diferentes gêneros de PNH presentes no Brasil é importante para adoção
de medidas estratégicas de controle da FA, como a vacinação. O Centro de Patologia
do Instituto Adolfo Lutz (CPA-IAL), laboratório de referência macrorregional, participa
do Programa de Vigilância de Epizootias em PNH do Ministério da Saúde, por meio
da realização de exames histopatológico e imuno-histoquímico para FA. Este trabalho
apresenta a casuística recebida e analisada no CPA-IAL durante o ano de 2017. Foram
avaliadas amostras de 2.171 PNH, com resultado de 626 positivas no exame imunohistoquímico do fígado (28,83%). Destas, o estado de preservação foi satisfatório em
580 e insatisfatório devido à autólise em 132. Das satisfatórias, 577 (99,48%) exibiram
alterações histopatológicas típicas de FA no fígado, incluindo necrose/apoptose maciça
com presença de corpúsculos de Councilman-Rocha Lima, degeneração goticular e escasso
infiltrado inflamatório. Das insatisfatórias, 34,85% foram positivas. A concordância entre
histopatologia e IHQ foi muito boa (kappa=0,98). Os achados histológicos hepáticos de
FA são conclusivos e podem servir como método de triagem para realização da imunohistoquímica, sendo essas ferramentas diagnósticas essenciais para o diagnóstico e
monitoramento da doença, mesmo em casos de autólise tecidual.

 

PDF (Português (Brasil))

Citas

World Health Organization

[internet]. Updates on yellow fever

vaccination recommendations for

international travelers related to the

current situation in Brazil. c2018. [acesso

em 19 jan 2018]. Disponível em: http://

who.int/ith/updates/20180116/en/

Secretaria de Estado da Saúde (SP),

Coordenadoria de Controle de Doenças,

Centro de Vigilância Epidemiológica

“Profº Alexandre Vranjac”, Divisão de

Zoonoses, Central CIEVS-SP, Núcleo de

Informação em Vigilância Epidemiológica.

Situação Epidemiológica da Febre Amarela no Estado de São Paulo, Monitoramento

(sazonalidade) 2017. BEPA, Bol.

epidemiol. paul. 2017; 14(166):17-20.

Vasconccelos PFDC. Yellow fever. Rev.

Soc. Bras. Med. Trop. 2003; 36(2):275-93.

Lopes N, Nozawa C, Linhares REC.

Características gerais e epidemiologia dos

arbovírus emergentes no Brasil. Revista

Pan-Amazônica de Saúde. 2014;5(3):55-64.

Soper FL. Jungle Yellow Fever. A New

Epidemiological Entity in South America.

Rev. hig. saude publica. 1936; 10(4).

Almeida MAB, Cardoso JDC, dos Santos

E, da Fonseca DF, Cruz LL, Faraco FJ

et al. Surveillance for yellow fever virus

in non-human primates in Southern

Brazil, 2001–2011: a tool for prioritizing

human populations for vaccination. Plos

negl. trop. dis. 2014; 8(3):e2741.

Ministério da Saúde (BR), Secretaria de

Vigilância em Saúde, Departamento de

Vigilância das Doenças Transmissíveis.

Guia de vigilância de epizootias em

primatas não humanos e entomologia

aplicada à vigilância da febre amarela.

ed. Brasilia (DF); 2017.

Reis NR, Peracchi AL. Primatas

brasileiros. Technical Books Ed.; 2008.

Grizzle WE, Fredenburgh JL e Myers RB.

Fixation of tissues. Theory and practice of

histological techniques. 2008; 6:53-74.

Rhodes A. Fixation of tissues.

Theory and Practice of Histological

Techniques. 2012; 7:69-93.

VieiraWT, Gayotto LC, Lima CP, Brito

T. Histopathology of the human liver in

yellow fever with special emphasis on the

diagnostic role of the Councilman body.

Histopathology. 1983;7(2):195-208.

Quaresma JA, Barros VL, Pagliari C,

Fernandes ER, Guedes F, Takakura CF et al.

Revisiting the liver in human yellow fever: virus-induced apoptosis in hepatocytes

associated with TGF-β, TNF-α and NK cells

activity. Virology. 2006; 345(1):22-30.

Leal SG, Romano APM, Monteiro RV,

Melo CBD, Vasconcelos PFDC, Castro

MBD. Frequency of histopathological

changes in Howler monkeys (Alouatta

sp.) naturally infected with yellow

fever virus in Brazil. Rev. Soc. Bras.

Med. Trop. 2016; 49(1):29-33.

Epiphanio S, Guimarães MABV,

Fedullo DL, Correa SH, Catão-Dias

JL. Toxoplasmosis in golden-headed

lion tamarins (Leontopithecus

chrysomelas) and emperor marmosets

(Saguinus imperator) in captivity. J.

zoo wildl. med. 2000; 31(2):231-5.

Ramsay EC, Montali RJ, Worley M,

Stephensen CB, Holmes KV. Callitrichid

hepatitis: epizootiology of a fatal

hepatitis in zoo tamarins and marmosets.

J. zoo wildl. med. 1989;178-83.

Brito T, Siqueira SAC, Santos RTM,

Nassar ES, Coimbra TLM, Alves

VAF. Human fatal yellow fever:

immunohistochemical detection of

viral antigens in the liver, kidney

and heart. Pathology-Research and

Practice. 1992; 188(1-2):177-81.

Hall WC, Crowell TP, Watts DM,

Barros VL, Kruger H, Pinheiro F et

al. Demonstration of yellow fever

and dengue antigens in formalin-fixed

paraffin-embedded human liver by

immunohistochemical analysis. Am. j.

trop. med. hyg.1991; 45(4):408-17.

Fernandes N, Cunha M, Guerra J,

Ressio RA, Cirqueira CS, Iglezias SD

et al. Outbreak of Yellow Fever among

Nonhuman Primates, Espirito Santo,

Brazil, 2017. Emerg. infect.

dis. 2017; 23(12):2038-2041.

doi:10.3201/eid2312.170685.

Domingo C, Patel P, Yillah J, Weidmann

M, Méndez JA, Nakouné ER et al.

Advanced yellow fever virus genome

detection in point-of-care facilities

and reference laboratories. J. clin.

microbiol. 2012; JCM-01799.

Faria NR, Kraemer MU, Hill S, de Jesus

JG, de Aguiar RS, Iani FC et al. Genomic

and epidemiological monitoring of

yellow fever virus transmission potential.

Science. 2018; 361(6405):894-899.

https://doi.org/10.1126/science.aat7115

Creative Commons License

Esta obra está bajo una licencia internacional Creative Commons Atribución 4.0.

Derechos de autor 2018 Natália C. C. de A. Fernandes, Juliana M. Guerra, Rodrigo A. Ressio, Cinthya Cirqueira Borges, Silvia D’Andretta Iglezias, Cristina T. Kanamura, Josué Díaz Delgado, Patricia Sousa Gonçalves, Filipe Onishi Nagamori, Marcelo Sansone, Isis Paixão de Jesus Rizkallah, Mariane Ingara de Moraes Costa, Simone Guimarães de Jesus, Silvana Mello, Júlia de Carvalho, Rosângela Araujo, Magda Almeida Montalvão, Rosemeire Oliveira Lima Rodrigues, Leonardo José Tadeu Araújo, Sônia Maria Pereira de Oliveira, José Luiz Catão Dias

Descargas

Los datos de descargas todavía no están disponibles.

Métricas

Cargando métricas ...